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De nouvelles perspectives sur le rôle des longs non

May 07, 2024May 07, 2024

Nature Communications volume 14, Numéro d'article : 5086 (2023) Citer cet article

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Le cycle de vie complexe de Plasmodium falciparum nécessite une régulation coordonnée de l’expression des gènes pour permettre l’invasion, la transmission et l’évasion immunitaire des cellules hôtes. De plus en plus de preuves suggèrent désormais un rôle majeur des mécanismes épigénétiques dans l'expression des gènes chez le parasite. Chez les eucaryotes, de nombreux ARNnc ont été identifiés comme étant des régulateurs essentiels de la structure du génome et de l’expression des gènes. Pour étudier les rôles régulateurs des lncARN chez P. falciparum, nous explorons la distribution intergénique des lncARN dans les emplacements sous-cellulaires nucléaires et cytoplasmiques. À l’aide de profils d’expression d’ARN naissants, nous identifions un total de 1 768 ARNnc, dont 718 (~ 41 %) sont nouveaux chez P. falciparum. La localisation subcellulaire et l’expression spécifique au stade de plusieurs ARNnc putatifs sont validées à l’aide de RNA-FISH. De plus, l’occupation à l’échelle du génome de plusieurs lncARN nucléaires candidats est explorée à l’aide du ChIRP. Les résultats révèlent que les sites d'occupation des ARNnc sont focaux et spécifiques à une séquence, avec un enrichissement particulier pour plusieurs familles de gènes spécifiques au parasite, notamment ceux impliqués dans la pathogenèse et la différenciation sexuelle. L'analyse génomique et phénotypique d'un lncARN spécifique démontre son importance dans la différenciation sexuelle et la reproduction. Nos résultats apportent un nouveau niveau de compréhension du rôle des lncARN dans la pathogénicité, la régulation des gènes et la différenciation sexuelle, ouvrant ainsi de nouvelles voies pour des stratégies thérapeutiques ciblées contre le parasite mortel du paludisme.

Le paludisme, une maladie infectieuse transmise par les moustiques, est provoqué par des parasites protozoaires du genre Plasmodium. Parmi les espèces infectant l’homme, Plasmodium falciparum est la plus répandue et la plus mortelle, avec environ 627 000 décès en 20201. Le parasite a un cycle de vie complexe impliquant plusieurs étapes biologiques chez les hôtes humains et moustiques. À mesure que les sporozoïtes sont transmis par un moustique infecté par Plasmodium à la circulation sanguine humaine, ils migrent vers le foie pour envahir les hépatocytes et déclencher l'amplification du parasite. Après ce cycle pré-érythrocytaire, qui peut durer de 7 à 10 jours, des dizaines de milliers de mérozoïtes infectieux sont libérés dans la circulation sanguine pour envahir les globules rouges. Dans l'érythrocyte, le parasite mûrit depuis l'anneau jusqu'au trophozoïte et jusqu'aux stades schizontes multinucléés. Après 48 heures, les mérozoïtes nouvellement formés sortent des érythrocytes pour réinfecter de nouveaux globules rouges. Cette rupture est généralement associée à des symptômes cliniques. Au cours de ce cycle de développement intraérythrocytaire, un sous-ensemble de parasites peut se différencier en gamétocytes mâles et femelles. Une fois ingérés par un moustique anophèle femelle lors d'un repas de sang, ces gamétocytes subissent une réplication sexuelle à l'intérieur de l'intestin du moustique pour former un zygote qui peut se différencier en un ookinète mobile et un oocyste. L'oocyste grandira et produira des milliers de nouveaux sporozoïtes qui migreront vers les glandes salivaires du moustique, prêts à infecter un nouvel hôte humain lors d'un repas de sang ultérieur. Ce cycle de vie développemental à plusieurs étapes conduit à des changements morphologiques et physiologiques distincts en réponse à des conditions environnementales modifiées et est étroitement régulé par des changements coordonnés dans l'expression des gènes.

Le profilage de l'expression génique2,3, y compris des expériences de séquençage d'ARN en masse2,4,5,6,7, des profils d'expression d'ARN naissants8, ainsi que le séquençage de cellules uniques9, ont révélé qu'une majorité des gènes du parasite sont transcrits dans une cascade d'expression génique. tout au long du cycle de vie du parasite, mais les mécanismes moléculaires exacts régulant ces événements sont largement inconnus.

Comparé à d'autres eucaryotes ayant une taille de génome similaire, P. falciparum possède un génome extrêmement riche en AT et un nombre relativement faible de facteurs de transcription (TF) spécifiques à une séquence, soit environ les deux tiers des TF attendus en fonction de la taille du génome. . Seules 27 protéines de liaison à l’ADN de l’apicomplexe apetala2 (ApiAP2) ont été identifiées comme TF spécifiques dans le génome du parasite. Ces ApiAP2 sont uniques à Apicomplexa10 et il a été démontré qu'elles jouent un rôle majeur en tant qu'activateurs ou répresseurs de la transcription11. Notre compréhension de la régulation de ces TF et de la manière dont divers TF pourraient agir ensemble pour organiser des réseaux transcriptionnels est encore limitée, mais les modèles d'expression génique observés sont probablement le résultat d'une combinaison de facteurs transcriptionnels9,12,13,14 et post-transcriptionnels. événements réglementaires15,16,17,18. De plus, des études épigénétiques19,20,21,22,23,24,25 et des méthodes de capture de conformation chromosomique (Hi-C)26,27,28 ont suggéré que l’état de la chromatine et la structure tridimensionnelle (3D) du génome de P. falciparum sont fortement liés à l’activité transcriptionnelle des familles de gènes28. Les algorithmes d’apprentissage automatique ont également suggéré que les TF ApiAP2 pourraient effectivement fonctionner en conjonction avec des facteurs épigénétiques29. Cependant, la manière dont tous les régulateurs de la transcription sont recrutés dans leurs motifs de liaison à l'ADN et dans leurs régions chromatiniennes reste à élucider. Comprendre les mécanismes exacts régulant le cycle de vie de la réplication du parasite est essentiel si nous voulons identifier de nouvelles cibles thérapeutiques.

2500 lncRNA candidates, including 1300 circular lncRNAs51,52,53,55,56. These initial studies confirmed that parasite lncRNAs are developmentally regulated but only a few of these annotated ncRNAs have been functionally characterized. Some have been linked to regulation of virulence genes57,58,59,60,61,62. It has also been established that GC-rich ncRNAs serve as epigenetic regulatory elements that play a role in activating var gene transcription as well as several other clonally variant gene families63. In addition, a family of twenty-two lncRNAs transcribed from the telomere-associated repetitive elements (TAREs) has been identified in the parasite45,47,59. These TARE-lncRNAs show functional similarities to the eukaryotic family of non-coding RNAs involved in telomere and heterochromatin maintenance64 and could have a role in regulating virulence factors. More recently, the functional characterization of two lncRNAs, gdv1-as-lncRNA and md1-lncRNA that were detected during gametocytogenesis, has revealed that sexual differentiation and sex determination in P. falciparum is at least partially regulated by lncRNAs65,66. While it is becoming evident that lncRNAs serve as an integral part of the mechanisms regulating gene expression in Plasmodium, the localization and function of most of the identified lncRNAs remain a mystery./p> or <0.5 of summed nuclear vs cytoplasmic expression level. Density plots of size (b) and GC content (c) of lncRNA candidates and annotated protein encoding mRNAs (purple). d Expression levels of primary transcripts (left), steady-state RNA (middle) of lncRNA candidates and annotated protein encoding mRNAs for Ring (R), Trophozoite (T), Schizont (S) and Late Gametocyte (LG) stages. e Relative stability of lncRNA candidates and annotated protein encoding mRNAs. The stability is based on the ratio of RNA-seq/GRO-seq transcript level. Each box represents the 25/75 percentiles, the line across the box represents the median, and the whiskers represent maximum and minimum values. Outliers are indicated with dots./p> 500 mature gametocytes). Significance of the results was calculated using the two-way ANOVA with Holm-Šídák correction (**p < 0.01, ***p < 0.001). c Exflagellation assays were performed and the number of exflagellation centers per field (n > 10) were counted. Shown are results from two biological replicates. Bars indicate the mean. (d&e) Mosquito passage: Gametocyte cultures were fed to Anopheles stephensi mosquitoes. On day 11 post-infection, midguts were removed, and oocysts were counted (d) and on day 17 post-infection salivary glands were harvested and sporozoites were counted (e). Data are pooled from 2 biological replicates. Oocyst counts were performed with 15–25 mosquito midguts per experiment. Significance of the results was calculated using the Kruskal-Wallis test with Dunn’s post-test (****p < 0.0001). For salivary gland sporozoite counts, salivary glands from 20 mosquitoes were harvested, homogenized and sporozoites counted using a hemocytometer. Shown is the average number of salivary gland sporozoites for each of two experiments. Significance was calculated using the Chi-Squared tests (****p < 0.0001). f Volcano plots for gene expression profile between the WT and ΔlncRNA-ch14 lines by –Log10 P (y-axis) and log2 Fold change (x-axis) in asexual stage parasites (Top) and in mature gametocytes (Bottom). NS: Non-significant; FC: Fold Change. g Bar graph representations of selected Gene Ontology (GO) enrichment of downregulated genes between WT and ΔlncRNA-ch14 lines are presented by Log10 P (y-axis) in asexual mature (Left) and mature gametocyte (Right) stages. Exact p values and raw data are indicated in the Source data file./p> 0.2. Cells identified as an early/late ring or late schizont containing <50 UMI/cell and <50 genes/cell were removed due to poor quality. Cells mapped to late stages, or cells not assigned to a stage in the Malaria Cell Atlas were removed if they contained <100 UMIs/cell or <80 genes/cell. Data from days 4, 6 and 10 were integrated together using Seurat’s IntegrateData function using 2000 integration anchors and 10 significant principal components. A variance stabilizing transformation was performed on the integrated matrix to identify the 750 most highly variable coding genes, and these were used to perform a principal component (PC) analysis. Significant PCs were then used to calculate three-dimensional UMAP embeddings using only coding genes. LncRNA expression was visualized on the UMAP embedding generated from coding gene expression using the package ggplot2 to assign stage-specific expression for the lncRNA./p>